La présente invention se rapporte à l'obtention de cellules ES aviaires , en particulier à un procédé de culture et à un milieu permettant la culture de ces cellules.
En effet, dans le cadre de la mise au point de technique de production de protéines recombinantes, le développement d'une technique de transgénèse chez les oiseaux domestiques aura des retombées économiques extrêmement importantes dans deux applications majeures:
L'industrie biotechnologique s'intéresse de plus en plus à la possibilité de produire des protéines d'intérêt dans des fluides biologiques ou des organismes (sang, lait, plantes, ...). La production de telles protéines dans l'oeuf d'oiseau domestique constituera certainement dans cette voie une avancée technologique majeure pour plusieurs raisons:
La réalisation d'oiseaux transgéniques est possible actuellement avec un coût extrêmement élevé à cause de sa très faible efficacité. En effet chez les oiseaux la technique de microinjection d'ADN dans l'oeuf est quasiment impossible. D'autre part l'utilisation du système des rétrovirus vecteurs, le seul sytème efficace à ce jour, reste complexe et se heurtera certainement à une réticence de la part des industriels pour des raisons sanitaires.
Une avancée très importante à la réalisation d'animaux transgéniques a été apportée chez la souris par le développement de la technologie des cellules ES.
Les cellules ES (pour Embryonic Stem cells) sont des cellules embryonnaires totipotentes capables de régénérer tous les tissus de l'embryon, y compris le tissu germinal, après leur injection dans des embryons très précoces. Ces cellules peuvent donc être considérées comme des chevaux de Troie pour introduire de nouvelles informations génétiques dans le patrimoine génétique d'un animal. La possibilité de cultiver ces cellules à long terme in vitro, offre la possibilité d'exercer de nombreux contrôles avant leur implantation in vivo. D'autre part ces cellules peuvent être conservées de façon illimitée dans l'azote liquide, ce qui constitue une possibilité de stockage d'un patrimoine génétique.
L'utilisation de cellules ES constitue aujourdhui chez les oiseaux domestiques la voie la plus prometteuse pour la réalisation efficace d'animaux transgéniques.
La Demande
Des travaux récents d'un groupe canadien (R. Etches à la station de Guelph) ont suggéré que des cellules ES doivent exister dans l'embryon d'oiseau (Petitte et al., 1990). Ce groupe à réussi la transplantation de telles cellules dans des embryons, et par suite, la production d'animaux dont le patrimoine génétique est dérivé des cellules greffées. Cependant à ce jour la culture de ces cellules in vitro n'a pas pu être réussie ; par conséquent ces cellules n'ont pas pu être utilisées pour transférer de façon stable un transgène. C'est là un blocage majeur à l'exploitation de la technologie des cellules ES chez les oiseaux. Les cellules ES peuvent être caractérisées par trois types de critères essentiels :
Aucune culture de cellules ES identifiées par l'ensemble de ces caractéristiques n'a pu être obtenue à ce jour.
C'est pourquoi la présente invention a pour objet un milieu de culture de cellules embryonnaires totipotentes aviaires du type comportant un milieu de culture pour cellules aviaires .
Le cas écheant, le milieu de culture est substantiellement dépourvu d'acide rétinoïque actif.
De manière avantageuse, l'acide rétinoïque est substantiellement inactivé par des anticorps anti-acide rétinoïque (ARMA) présents dans le milieu.
En effet, les milieux employés contiennent souvent du sérum, dont on ne peut contrôler la quantité endogène d'acide rétinoïque. En testant l'effet de l'incorporation au milieu de culture d'un anticorps monoclonal anti-acide rétinoïque qui neutraliserait l'action de ce dernier, sur la différenciation des cellules, la Demanderesse a constaté que la présence de cet anticorps accroit la présence dans les cultures de cellules et colonies à activité phosphatase alcaline.
plus spécifiquement, la présente invention a pour objet un
Le milieu de l'étape 1) contient de préférence les éléments suivants:
De manière facultative, au cours du procédé selon l'invention, on effectue entre les étapes 3) et 4) l'addition de milieu neuf au 3ème jour puis le milieu est changé tous les jours jusqu'au prochain repiquage.
L'étape 4) peut notamment être effectuée par traitement enzymatique, lavage dans un milieu ne contenant pas de facteur de croissance et centrifugation.
On peut recueillir directement les cultures primaires de cellules, qui seront ensuite congelées, ou bien réaliser des cultures secondaires successives à partir des cellules de la culture primaire. Dans ce cas, à l'issue de l'étape 4), on effectue une étape 5) dans laquelle, les cellules ES sont réensemencées sur un tapis de cellules nourricières. ou sur boites gélatinées, de manière à obtenir une culture secondaire.
Les étapes 4) et 5) peuvent être répétées plusieurs fois pour avoir des cultures tertiaires et successives.
Le tapis de cellules nourricières peut être constitue de différents types de cellules décrits précédemment, notamment de cellules STO mitomycinées ou irradiées.
Un autre des objets de l'invention est une culture de cellules ES aviaires, susceptibles d'être obtenues par le procédé de culture selon l'invention défini ci-dessus et comme defini par la revendication 9. Une cellule embryonnaire totipotente aviaire modifiée peut dire obtenue par intégration du gène codant pour une protéine hétérologue dans le génome d'une cellule ES aviaire en culture.
La présente invention a également pour objet une
Culture de cellules ES aviaires in vitro susceptible d'être obtenue par le procédé de culture selon l'invention ; ladite culture comprenant un milieu de culture de cellules embryonnaires totipotentes aviaires comprenant :
Le facteur de croissance des cellules souches (ou SCF) est de préférence l'a-SCF (ou avian Stem Cell Factor) et le m-SCF (ou murine Stem Cell Factor).
L'un des aspects préférés de l'invention concerne un milieu de culture qui contient, outre les éléments nutritifs de base nécessaires à la croissance de cellules, une combinaison de b-FGF, SCF et LIF. En outre, la présence dans le milieu d'un anticorps monoclonal neutralisant l'activité de différenciation exercée par l'acide rétinoïque augmente le nombre de cellules souches embryogènes totipotentes.
La présence d'un tapis de cellules nourricières favorise la croissance de cellules ES aviaires. Divers type de cellules connues de l'homme du métier peuvent-être utilisées : on peut citer en particulier des cellules telles que les cellules STO, traitées à la miromycine ou irradiées, les cellules BRL-3A, les cellules LMH, les cellules QT6 et cellules QT6 modifiées tcllcs que les cellules QT6 isolde, les cellules différenciées établies en lignée à partir des cultures de cellules souches embryonnaires induites à différencier.
Les cellules STO sont des fibroblastes d'embryons de souris (catalogue ATCC) : les cellules BRL-3A (catalogue ATCC) sont des cellules de foie de "Buffalo rat liver". Les cellules QT6 (catalogue ATCC) et cellules QT6 modifiées telles que les cellules QT6 isolde sont des fibroblastes de caille (
Le milieu de culture contient en outre différents éléments nutritifs essentiels et des antibiotiques.
Un milieu de culture particulièrement adapté à la présente invention possède la composition suivante :
De manière avantageuse la concentration en bFGF est supérieure à 5 ng/ml et la concentration en IGF-1 est supérieure à 10 ng/ml.
avec le stock de nucléosides constitué du mélange :
et convient à la culture de cellules embryonnaires totipotentes d'oiseau.
Le milieu BHK21 (ou milieu MEM) est un milieu de culture qui a été décrit notamment par
Hepes est de l'hydroxy-éthyl-pipérazine-éthane-sulfonate.
Enfin, un procédé de production d'une protéine recombinante, caractérisé en ce qu'on intègre le gène codant pour ladite protéine dans le génome d'une cellule embryonnaire totipotente aviaire en culture est divulgué.
La Demanderesse a mis au point un milieu de culture et des conditions de culture in vitro permettant de maintenir en culture des cellules aviaires qui présentent des propriétés morphologiques, cinétiques et histochimiques rappelant celles des cellules embryonnaires totipotentes. Ces observations ont été effectuées aussi bien avec des cellules dérivant de disques blastodermiques de caille que de poulet. La croissance de ces cellules en culture in vitro est rendue possible par la mise au point d'un milieu original spécialement adapté à la culture de cellules embryonnaires d'oiseau. On sait que la présence, le maintien et la propagation de cellules totipotentes en culture permettent leur injection dans des embryons receveurs. La contribution à la morphogenèse des tissus somatiques et germinaux chez les animaux receveurs grâce à un caractère totipotent, peut conduire à l'obtention d'animaux transgèniques.
Les exemples qui suivent sont destinés à illustrer l'invention sans aucunement en limiter la portée. Dans ces exemples, on se référera aux figures suivantes :
Les oeufs de poules fraichement pondus, non incubés, correspondent au stade X de développement (Eyal Giladi and Kovak, 1976) ; les oeufs de caille " C. coturnix japonica" sont également utilisés dès la ponte et non incubés.
Le disque blastodermique (3-4 mm de diamètre pour la poule, 2-2,5 mm pour la caille) est prelevé à l'aide d'une pipette pasteur dans du milieu complet sans facteurs. Les cellules sont centrifugées à 200 g, lavées deux fois dans du milieu afin d'éliminer le maximum de vitellus contaminant, resuspendues à raison de 2 disques pour 1 ml de milieu et dissociées mécaniquement par passage dans une aiguille de 23 G. Les facteurs sont alors ajoutés.
La suspension cellulaire est déposée:
Les drogues de sélection sont ajoutées en entretien mais enlevées deux jours avant le traitement à la mitomycine C.
Dans tous les cas, un second ensemencement est réalisé dans les mêmes conditions après deux jours de culture.
Les cultures sont incubées à 37 °C ou à 41 °C, dans une atmosphère contrôlée en CO2 (7,5 %) et leur évolution est suivie au microscope en contraste de phase. Une addition partielle (50 %) de milieu neuf avec les facteurs est réalisée le 3éme jour de culture, puis le milieu est changé tous les jours. A chaque moment, les cellules en croissance peuvent étre soit fixées pour étude, soit prélevées pour être ré-ensemencées en culture secondaire ou supérieure, sur tapis de cellules STO mitomycinées irradiées ou sur boîtes gélatinées.
En cas de fixation, les cellules sont lavées en Tris-Glucose deux fois, puis fixées in situ 15 min dans une solution de paraformaldéhyde 4 % à froid (0-4 °C). Après plusieurs lavages au PBS, différentes colorations peuvent être réalisées selon l'un des protocoles suivants :
* détection de l'activité phosphatase alcaline endogène,
blocage en tampon PBS - BSA (1 mg/ml)
lavage en PBS - BSA
anticorps primaire 1/10ème ou 1/50ème
anticorps secondaire fluorescent 1/ 50éme la détection est réalisée sous microscope inversé à fluorescence.
En cas de passage en culture secondaire ou successive, les cellules sont lavées en Tris-Glucose deux fois, puis incubées 10-30 min dans une solution enzymatique. On peut utiliser une solution de collagénase-dispase (1 mg/ml soit 1 U/ml final) à laquelle une solution de hyaluronidase (1 mg/ml final soit 1 U/ml) peut être ajoutée : on peut également utiliser une solution de pronase à 0.25 mg/ml final. Les cellules ou les petits amas de cellules ainsi isolés enzymatiquement sont lavées en milieu ESA, resuspendus, déposés sur un coussin de milieu de séparation de lymphocyte de densité (d= 1,077-1,080) et centrifugés 20 min à t° ambiante à 800 g afin de débarasser les cellules non différenciées de blatodermes des cellules du tapis, des débris divers et des restes de vitellus contaminants. L'interface est alors prélevée, lavée deux fois en milieu ESA. Le culot cellulaire obtenu est resuspendu et dissocié légérement mécaniquement avant d'être ensemencé sur un nouveau tapis de cellules nourricières, comme précédemment décrit. L'équivalent de 6 disques blastodermiques initiaux est ré-ensemencé dans 2 ml. Cette étape de gradient n'est parfois pas nécessaire lors des passages successifs, en fonction de la très grande homogénéité des cultures obtenues.
Les cellules dissociées peuvent être déposées sur un gradient multicouche de Percoll et centrifugées dans les mêmes conditions. Les interfaces sont alors prélevées, lavées dans un milieu ESA et les cellules les plus immatures des interfaces supérieures réensemencées, ou injectées dans des embryons receveurs.
A l'issue de la culture primaire ou successive, les cellules récupérées de gradient peuvent être congelées dans un mélange constitué de 40 % FBS, 50 % milieu ESA et 10 % DMSO. Les cellules équivalant à 24 blastodisques initiaux sont reprises dans 0,5 ml de milieu ESA, resuspendues et 0,4 ml de serum est ajouté. 0,1 ml de DMSO est alors ajouté très lentement. La suspension de congélation est répartie dans des tubes à congélation (0,5 ml/tube) et congelée lentement à -80 °C avant d'être transférée dans l'azote liquide.
Un milieu de base appelé milieu "ESA" pour "Embryonic Stem cells Avian" dérivant d'un milieu utilisé pour les cellules ES murines a été préparé. I1 présente la composition suivante :
A ce milieu de base "ESA", des facteurs de croissance ont été ajoutés afin de comparer leur contribution respective à la formation de colonies présentant un caractère morphologique et biochimique intéréssant. Leurs concentrations sont indiquées ci-après :
Le premier critère utilisé pour évaluer l'effet de ces facteurs et des modifications apportées au milieu a été la détection par coloration biochimique de l'activité phosphatase alcaline endogène qui semble spécifique d'un certain nombre de cellules telles que les cellules ES totipotentes, les cellules précurseurs dérivées de la lignée germinale et certaines cellules différenciées, facilement identifiables à leur morphologie épithélioïde.
Les cellules des disques blastodermiques sont ensemencées en milieu ESA en présence de différentes combinaisons de facteurs. Après 3 j de culture, les cellules sont fixées, colorées et les colonies positives pour l'activité phosphatase alcaline (AP+) sont dénombrées.
L'effet des différentes combinaisons de facteurs est représenté sur la
Parmi les facteurs testés, la combinaison du SCF (Stem Cell Factor d'origine murine -mSCF- ou aviaire -aSCF-), du b-FGF (basic Fibroblast Growth Factor) et du LIF (Leukemia Inhibitory Factor) donne le meilleur nombre de colonies positives pour l'activité phosphatase alcaline dans les cultures avec un accroissement de 2-3 fois par rapport à la présence de chaque facteur ajouté individuellement ou deux par deux et par rapport au fond, constitué en majorité de cellules faiblement: positives et présentant une morphologie épithétioïde différenciée.
Les cellules sont ensemencées soit sur boîtes non traitées, soit traitées à la gélatine dans du milieu ESA complet avec facteurs de croissance aSCF (avian Stem Cell Factor), bFGF (basic- Fibroblast Growth factory, IGF-1 (Insulin-like Growth Factor-1) et LIF (Leukemia Inhibitory factor). L'anticorps ARMA est ajouté à raison de 1 µg/ml final. Les cellules et colonies positives pour l'activité phosphatase alcaline (AP +) sont dénombrées après.4 j de culture.
Les résultats sont représentés sur la
Comparativement aux différents moyens décrits comme l'utilisation de résine ou de charbon, et testés pour essayer de controler le niveau d'acide rétinoïque dans le milieu, l'addition de l'anticorps anti acide rétinoïque dans le milieu donne les meilleurs résultats quant à la qualité et la quantité des colonies présentes dans les cultures
L'addition de l'anticorps anti-acide rétinoïque dans le milieu de culture accroit de façon notable la présence et /ou le maintien des colonies à activité phosphatase alcaline.
Nous avons voulu vérifier si le LIF ou d'autres cytokines de la même famille pouvait induire la prolifération des cellules ES chez l'oiseau.
Les cellules sont ensemencées en milieu ESA complet avec facteurs de croissance aSCF (avian Stem Cell Factor), bFGF (basic- Fibroblast Growth Factor), IGF-1 (Insulin-like Growth Factor-I en présence d'ARMA (1 µg/ml) et après addition ou non de différentes cytokines de la même famille LlF (Leukcmia Inhibitory Factor), IL-11 (Interleukine 11) et IL-6 (Interleukine 6). Afin d'accroitre l'adhésion et la formation de colonies phosphatase alcaline positives ainsi que leur taille, un second ensemencement a lieu 2 jours après le premier. La fixation, coloration et lecture des colonies a eu lieu 3 jours après le second ensemencement.
La comparaison de l'effet des différentes cytokines est représentée sur la
Le rôle des cytokines LIF, IL-11 et IL-6 semble particulièrement prononcé et pratiquement équivalent dans l'obtention de colonies positives pour l'activité phosphatase alcaline.
Chez la souris, la croissance de certaines cellules ES requiert la présence d'un tapis de cellules nourricières. L'effet de ces cellules sur les cellules d'embryons d'oiseau a été testé
Les cellules sont ensemencées dans un milieu ESA complet avec facteurs de croissance aSCF (avian Stem Cell Facror), bFGF (basic-Fibroblast Growth Factor), IGF-1 (Insulin-like Growth Factor-1) et anticorps ARMA (1 µg/ml) comparativement soit sur un fond de gélatine soit sur un tapis de cellules STO traitées à la mitomycine C comme indiqué dans le paragraphe Matériel et Méthodes. Après trois jours de culture, un nouvel ensemencement est ajouté à la culture. Les cytokines CNTF (Ciliary Neuro-Trophic Factor), OSM (Oncostatin M), LIF (Leukemia Inhibitory Factor), IL-11 1 (Interleukine 11) et IL-6 (Interleukin 6) sont ajoutées dans le milieu aux concentrations indiquées précédemment.
La
Le nombre de colonies dérivant des cellules de blastoderme et présentant une activité phophatase alcaline est très nettemment accru en présence d'un tapis de cellules nourricières (environ 4-5 fois) avec un maintien entre les deux systèmes des même sensibilités vis à vis des cytokines ajoutées dans le milieu. Les cytokines LIF. IL-11 et II-G présentent les meilleurs résultats de stimulation de croissance. Dans des résultats préliminaires, il apparait de plus que la combinaison de ces 3 cytokines dans le milieu complet ESA avec facteurs produisent des effets cumulatifs très prometteurs quant au maintien et à la prolifération des colonies tant avec des cellules dérivées de disques blastodermiques de caille que de poulet.
Des études de réactivité par rapport à différents anticorps ont été réalisées. Les anticorps ECMA-7, SSEA-1 et SSEA-3, spécifiques d'un état de totipotence des cellules ES murines sont capables de reconnaitre des épitopes dans les populations de cellules aviaires, maintenues dans les cultures. Pour illustrer ces reconnaissances par les anticorps, des doubles marquages activité phosphatase alcaline et anticorps démontrent que toutes les cellules ou les massifs de cellules reconnues par ECMA-7 présentent une activité phosphatase alcaline. Cette propriété a été observée avec tous les anticorps utilisés à des degrés divers.
Les colonies de cellules phosphatase alcaline positives sont pour environ 20 % d'entre elles marquées par l'anticorps ECMA-7. Cette reconnaissance suggère la présence dans ces massifs et dans ces seules conditions de culture de cellules à caractère "ES". Néanmoins, une hétérogénéité dans les massifs phosphatase alcaline positifs suppose des degrés variables dans l'intensité du caractère "ES".
Cette hétérogénéité de distribution a été observée sur des cultures primaires. Après repiquages, la proportion de cellules positives, notamment pour ECMA-7, mais également pour SSEA-1 et EMA-1. tend à s'accroitre de façon très importante pour obtenir des cultures très homogènes.
La
Les anticorps SSEA-1. SSEA-3. également utilisés sur des cellules ES murines reconnaissent également des cellules aviaires dans les massifs phosphatase alcaline positifs.
Les anticorps NC-1, HNK-1 dirigés respectivement des épitopes de cellules de crêtes neurales et de cellules "human natural killer" reconnaissent en fait les mêmes épitopes et ont été montrés comme reconnaissant certaines cellules immatures du disque blastodermique de poulet. Dans notre système, ces deux anticorps reconnaissent là encore des cellules dans des massifs à activité phosphatase alcaline.
Les résultats avec NC-1 sont représentés sur la
Les cellules sont ensemencées dans un milieu ESA complet avec facteurs de croissance aSCF (avian Stem Cell Factor), bFGF (basic-Fibroblast Growth Factor). IGF-1 (Insulin-like Growth Factor-1) et anticorps ARMA (1 µg/ml) sur un tapis de cellules STO traitées à la mitomycine C comme indiqué dans le paragraphe Matériel et Méthodes. Après deux jours de culture, un nouvel ensemencement est ajouté à la culture. Les cytokines LIF (Leukemia Inhibitory Factor), IL-11 (Interleukine 11) et IL-6 (Interleukine 6) sont ajoutées dans le milieu aux concentrations indiquées précédemment. La double coloration, activité phosphatase alcaline et détection des épitopes par anticorps est réalisée suivant les protocoles présentés précédemment.
Par ailleurs, l'anticorps EMA-I (Hahnel and Eddy. 1986) initialement dirigé contre des épitopes présents sur les cellules primordiales de la lignée germinale murine a été utilisé contre ces mêmes cellules chez le poulet. En testant cet anticorps dans notre système de culture, nous prouvons démontrer que EMA-1 reconnait des cellules et colonies de cellules présentant toutes une activité phosphatase alcaline. Il a été par ailleurs vérifié que cet anticorps EMA-1 ne reconnaissait les cellules ES murines que dans leur état de totipotence non différenciée.
Les anticorps ont été testés soit sur des cultures non diffenciées obtenues telles que décrites dans la partie matériel et Méthodes telle que décrite ci-desssus soit sur des cultures qui ont été traitées avec un excès d'acide rétinoïque ajouté à la culture (10-6 M) pendant au moins 48 heures. Le tableau ci-après indique l'état de reconnaissance par les différents anticorps utilisés.
Il apparait que l'expression de ECMA-7 (Kemler et al. (1981)) est la plus importante, suggérant une véritable nature de cellules ES, que TEC-01 (Draber et al. (1987b)) et SSEA-1 (Solter and Knowles (1978)) reconnaissent les mêmes épitopes sur des cellules non différenciées exclusivement. A l'inverse, l'augmentation d'expression de TEC-02 (Draber et al. (1987a)) peut dans ce sens indiquer un état de différenciation induit ou spontané. L'achèvement de cette perte de nature ES est caractérisé par la forte expression de TROMA-1 (Bruler et al. (1980)), présent sur les seules cellules différenciées. L'ensemble de ces anticorps permet donc d'avoir une idée sur l'état de différenciation d'une culture. Des anticorps comme TEC-03 (Draber et al. (1987a)) apparaissent comme relativement indifférents à l'état prononcé de différenciation.
Il est par ailleurs à souligner que jusqu'à présent ni ECMA-7, ni SSEA-1. SSEA-3, TEC-01, TEC-02, TEC-03, TROMA-1 n'ont fait l'objet de publication démontrant la réactivité sur des coupes, des cellules ou tout matériel d'origine aviaire.
Parmi les anticorps testés, certains comme ECMA-7 (Kemler et al. (1981)), SSEA-1 (Solter and Knowles (1978)), SSEA-3 (Shevinsky et al. (1982)) sont caractéristiques des cellules "ES "murines. Ces anticorps reconnaissant des cellules donc potentiellement totipotentes dans les cultures aviaires. Les mêmes observations ayant été obtenues soit avec des cultures de caille soit de poule. D'autres anticorps commé EMA-1 (Hahnel and Eddy (1986)), NC-1 et HNK-1 (Obo and Balch (1981)) sont connus pour reconnaitre des épitopes aviaires (et murin pour EMA-1, Urven et al. (1988)) de cellules très indifférenciées et donc aussi susceptible de reconnaifre un profil de cellules souches aviaires.
Les cellules de disques blastodermiques de caille ou de poulet sont ensemencées sur tapis de cellules nourricières STO. Après différents jours de culture, les cellules sont repiquées sur tapis de cellules STO comme décrit dans la partie Materiel et méthodes. La détection de cellules et massifs positifs à la fois pour l'activité de phosphatase alcaline et pour la colocalisation d'un marquage par ECMA-7 ou NC-1 suggère que les conditions de cultures sont définies pour maintenir dans les cultures secondaires et tertiaires des cellules à caractère totipotent. Le processus de repiquage assure d'ailleurs dès après le premier passage une homogénéité à l'ensemble de la culture, tant morphologiquement, que par la détection des différents épitopes. Les massifs de cellules deviennent très étendus et homogènes, caractère accru par la grande capacité de ces cellules à se diviser rapidement, contrairement aux cellules différenciées présentes initialement dans la culture primaire. Jusqu'à présent ces critères d'identification et de caractérisation peuvent être utilisés et détectés pendant au moins 5 semaines après l'ensemencement.
Les cellules blastodermiques de poulet obtenues en cultures primaires ou après repiquages successifs peuvent être injectées dans des embryons receveurs. Afin de visualiser rapidement une contribution phénotypique des cellules du donneur dans un embryon de poussin receveur, les cellules maintenues en culture proviennent d'une souche pigmentée et les embryons receveurs d'une souche non pigmentée. Les cellules maintenues en cultures sont dissociées et préparées comme décrit dans la partie Matériel et Méthodes selon le même procédé que pour un repiquage. La suspension cellulaire est alors préparée à raison de 1 à 3 x 105 cellules par ml de milieu ESA. L'oeuf fraîchement pondu, non incubé contenant l'embryon reveceur est légérement irradié entre 5 Gy et 7 Gy. Une petite fenêtre de quelques mm2 est réalisée dans la coquille du receveur par meulage. La membrane coquillière est découpée au scalpel et les cellules sont injectées à l'aide d'un capillaire étiré dans la cavité subgerminale du disque blastodermique dans un volume de 1 à 5 µl, ce qui correspond de 100 à 1500 cellules au maximum. La moyenne des cellules injectées est de 500 cellules. La fenêtre est alors recouverte de membranes coquillières et scellée. Un morceau de pansement adhésif est appliqué pour parfaire l'étanchéité et limiter au maximum l'évaporation. Après 4 jours d'incubation dans les conditions optimales, les oeufs sont ouverts et les embryons bien développés sont transférés dans une coquille plus grande et remis en incubation pour finir leur développement de façon satisfaisante.
Un certain nombre d'animaux ont ainsi été obtenus et montrent un taux apparent de chimérisme, phénotypiquement détéctable par le marqueur de plumage utilisé et caractéristique de la souche des cellules dérivant de la souche donneur, variant de 5% à 90%. Ce chimérisme peut être obtenu jusqu'à présent indifféremment avec des cellules dérivant de cultures primaires, secondaires, tertiaires. Il est à noter que les pourcentages d'animaux chimères et les taux de chimérisme de ces animaux ne varient pas de façon importante en fonction du temps de culture des cellules injectées. Ceci contribue a souligner la capacité du milieu et au procédé décrit à maintenir des cellules avec un caractère totipotent.
Cette liste de références citées par le demandeur vise uniquement à aider le lecteur et ne fait pas partie du document de brevet européen. Même si le plus grand soin a été accordé à sa conception, des erreurs ou des omissions ne peuvent être exclues et l'OEB décline toute responsabilité à cet égard.