Die Erfindung betrifft neue Amidasen, die aus thermophilen Bakterien isoliert werden können, insbesondere aus thermophilen Actinomyceten, wie z. B. Pseudonocardia thermophila, wobei die erhaltenen Amidasen nicht nur eine hohe Temperaturstabilität besitzen, sondern sich auch durch die enantioselektive Umsetzung eines breiten Substratspektrums auszeichnen.

Enzymatische Verfahren halten zunehmenden Einzug in der Organischen Synthese, insbesondere bei der Durchführung enantioselektiver Synthesen, wie z. B. bei der Herstellung von optisch reinen pharmazeutischen Wirkstoffen, Aminosäuren, Acrylsäuren oder Hydroxamsäuren. Weiterhin sind Amidasen bei dem Abbau von xenobiotischen Verbindungen beteiligt.

Amidasen katalysieren dabei die Umsetzung von Amiden zu ihren korrespondierenden Carbonsäuren und Aminen bzw. zu Ammoniak. Inzwischen konnten eine Reihe von bakteriellen Amidasen identifiziert werden, darunter auch einige Amidasen aus mesophilen Actinomyceten (Bhalla, T.C., et al.; Science letters 11-12; 139-141, 1997; Hirrlinger, B.; et al. J. Bacteriol. 178, 3501-3507, 1996; Kobayashi, M., et al.; Eur. J. Biochem., 217, 327-336, 1993 ; Kotlova, E. K.; et al. ; Biochemistry (Mosc.) 64, 384-389, 1999 ; Mayaux, J.F. et al. ; J. Bacteriol. 173, 6694-6704, 1991; Mayaux, J.F.; J. Bacteriol. 172, 6764-6773, 1990; Nawaz, M.S., et al.; Appl. Environ. Microbiol., 60, 3343-3348, 1994), wobei allerdings keine thermostabile Amidase aus thermophilen Actinomyceten beschrieben wurde.

Thermoaktive Amidasen wurden demgegenüber bisher nur in Klebsiella pneumoniae NCTR 1 (Nawaz, M.S.; J. Bacteriol. 178, 2397-2401, 1996) und in Sulfolobus solfataricus (d'Abusco, A.S.; Extremophiles, 5, 183-192, 2001) gefunden. Gerade die Bereitstellung von weiteren Amidasen, insbesondere von thermostabilen Amidasen wäre allerdings von großem technischen Interesse, da sich mit solchen Enzymen ein breiteres Spektrum an technisch durchführbaren enzymatischen Umsetzungen erschließt. Der vorliegenden Erfindung lag daher Aufgabe zu Grunde neue, thermisch stabile Amidasen bereit zu stellen.

Die Aufgabe wird durch Amidasen gemäß Anspruch 1 gelöst, die eine Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID No. 3 besitzt oder die eine Aminosäuresequenz mit einer Homologie von mindestens 80 % zu SEQ ID No. 3 besitzt und die eine N-terminale Sequenz (SEQ ID No. 1)

• I H M P D P D A V (SEQ ID No. 1)

• D G L P V G L M I V G K H F (SEQ ID No. 2)

Die neuen Amidasen sind z. B. aus thermophilen Bakterien, insbesondere aus thermophilen Actinomyceten, wie z. B. aus Pseudonocardia thermophila erhältlich. So kann eine in Pseudonocardia thermophila konstitutiv exprimierte Amidase mit einem Molekulargewicht zwischen 47 und 53 kDa isoliert werden, die bevorzugt als Dimer mit einem Molekulargewicht zwischen 100 und 140 kDa auftritt.
Die Identifikation weiterer mutanter oder alleler Varianten der Amidasen kann z. B. anhand von Nukleinsäuresonden erfolgen, die zu einer DNA-Sequenz, codierend für die Aminosäuresequenz SEQ ID No. 1 oder SEQ ID No. 2, komplementär sind. Die Hybridisierung einer solchen Sonde erfolgt dabei unter stringenten Bedingungen, z. B. bei 60°C, 0,1xSSC, 0.1% SDS.

Die gefundenen nativen Amidasen können zwar durch die N-terminale Sequenz SEQ ID No. 1 und die SEQ ID No. 2 oder einer homologen Variante davon identifiziert werden, aber für die Amidaseaktivität ist zumindest die N-terminale Sequenz nicht zwingend erforderlich. Daher umfasst die vorliegende Erfindung auch solche, oben beschriebenen Amidasen, deren N-terminales Ende künstlich deletiert ist. Ebenso kann auch die Teilsequenz SEQ ID No. 2 künstlich deletiert werden.

Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung stellen Nukleinsäuren codierend eine erfindungsgemäße Amidase mit einer Sequenz gemäß SEQ ID No. 4, oder mit einer Nukleotidsequenz mit einer Homologie von über 90 % dazu, dar. SEQ ID No. 4 codiert eine Amidase mit einer Aminosäuresequenz SEQ ID No. 3.

Die beschriebenen Amidasen können aus einem zellfreien Rohextrakt thermophiler Bakterien, der z. B. durch Ultraschallaufschluss von Pseudonocardia thermophila Zellen in einem Phosphatpuffer erhältlich ist, wie folgt gereinigt werden:

1. a) Zentrifugation des Rohextraktes bei 10000 bis 20000 rpm und anschließende Zugabe einer 1 M Salzlösung, bevorzugt einer KCl-Lösung,
2. b) chromatographische Trennung des Überstandes an einer hydrophoben Säule mit einem reversen Gradienten einer Salzlösung, bevorzugt einer KCl-Lösung, von 1 M bis 0 M,
3. c) Ultrafiltration der aus b) erhaltenen Fraktion, die Amidaseaktivität zeigt, an einer 10 kDa cut off Membran,
4. d) lonenaustauschchromatographie der aus c) erhaltenen Proteinfraktion mit einem Gradienten von 0 M bis 0,5 M einer Salzlösung, bevorzugt einer NaCl-Lösung
5. e) Chromatographie der aus d) erhaltenen Fraktion, die Amidaseaktivität zeigt, mit einer 0,1%igen Salzlösung, bevorzugt einer 150 mM NaCl-Lösung, und entsalzen der gereinigten Amidasefraktion.

Bevorzugt werden Alkalihalogenid-Salzlösungen, wie z. B. NaCl oder KCI - Lösungen zur Durchführung der einzelnen chromatographischen Reinigungsschritten verwendet. Die chromatographischen Trennungen werden bevorzugt zwischen pH 6,5 und 8,0 durchgeführt, wobei der pH-Wert, z. B. durch Verwendung eines Standard Phosphatpuffers (pH 7,2) eingestellt werden kann. Die lonenaustauschchromatographie wird bevorzugt bei einem pH-Wert zwischen 7,5 und 8,5 durchgeführt.

Die Amidaseaktivität der erhaltenen Fraktionen kann mit Hilfe eines Hydrolyse-Tests bestimmt werden, wobei als Substrat Benzamid verwendet werden kann. Die enzymatisch entstehenden Produkte, Benzoesäure und Ammoniak, können mittels HPLC (Benzoesäure) bzw. mit der Phenyl-hydrochlorid Methode (Nachweis von Ammoniumionen) bestimmt werden.

Die so gewonnenen erfindungsgemäßen Amidasen zeichnen sich durch eine hohe Temperaturstabilität aus. Die spezifische Aktivität des Enzyms leidet bei kürzeren Reaktionszeiten von mehr als einer Stunde erst bei Temperaturen um 80 °C signifikant. Weiterhin besitzen die beschriebenen Amidasen ein Temperaturoptimum zwischen 50 und 75 °C. Die beschriebenen Amidasen zeigen darüber hinaus eine nennenswerte Aktivität zwischen 30 und 85 °C, bevorzugt sind die Enzyme allerdings bei Reaktionstemperaturen zwischen 60 und 70 °C verwendbar.

Weiterhin bleibt auch die Spezifische Aktivität der erfindungsgemäßen Amidasen über einen weiten pH-Wertbereich erhalten. So besitzen die Amidasen eine signifikante enzymatische Aktivität zwischen pH 3,5 und pH 11,5, wobei die spezifische Aktivität vom Optimum zwischen pH 6,0 und 7,5 über den Bereich von pH 4,5 und 10,0 kaum abfällt.

Durch das hohe Temperaturoptimum, die gute thermische Stabilität und den großen pH-Wertbereich in dem die Enzyme aktiv sind, erschließt sich ein interessanter Spielraum für die Optimierung Amidase katalysierter Prozesse, wie der Hydrolyse von Amiden.

Es kann darüber hinaus gezeigt werden, dass die hier beschriebenen Amidasen unempfindlich gegenüber einer großen Zahl von Reagenzien und Ionen sind. So sind die Amidasen z. B. unempfindlich gegenüber Chelatbildnern wie z. B. EDTA oder gegenüber Detergenzien wie SDS oder Triton. Auch die Abhängigkeit von ionischen Co-Faktoren scheint nicht gegeben zu sein. Durch Zugabe von DTT kann sogar die enzymatische Aktivität der Amidasen gesteigert werden.

Die gewonnenen und charakterisierten erfindungsgemäßen Amidasen unterscheiden sich in ihren Eigenschaften deutlich von den bisher bekannten mikrobiellen Amidasen, wie aus der exemplarischen Zusammenstellung in Tab. 4 ersichtlich ist. Es ist dabei insbesondere bemerkenswert, dass das isolierte Enzym aus Pseudonocardia thermophila die erste bekannte natürlich vorkommende homotrimere Amidase ist. Mikroorganismus Charakterisitka Expression Molmasse in kDa Untereinheiten kDa (Anzahl) pH-Opt. T-Opt. in °C IEF Punkt pH Metall Co-Faktoren Substratspezifität (Amide) Pseudonocardia thermophila konstitutiv 110 50 (2) 7.0 70 4.2 n.d. Al, Ar, Cy, As Agrobacterium tumefaciens d3 ^a) induzierbar 490 63 (8) 7.5 22 n.d. n.d. Al, Ar Bacillus stearothermophilus ^b) induzierbar 39 monomer 7.0 55 n.d. n.d. Al Brevibacterium sp. R312 ^c) induzierbar 110 43 (2) 7.5 30 n.d. n.d. Arylpropioamid Comamonas acidovorans KPO ^d) konstitutiv 54 monomer 8.0 30 n.d. n.d. Ketoprofen DSM 6320 ^e) induzierbar 125 66 (2) 8.5 40 4.2 n.d. L-Carnitin Helicobacter pylori ^f) konstitutiv 40 monomer 7.0 55 n.d. n.d. Al Klebsiella pneumoniae NCTR1 ⁹⁾ induzierbar 62 monomer 7.0 65 n.d. Co&Fe Al Mycobacterium neoaurum ^h) konstitutiv 136 40 (4) 8.0 50 4.2 n.d. Al, As Mycobacterium smegmatis ⁱ⁾ konstitutiv 50 monomer 7.5 22 n.d. n.d. Cy Ochrobactrum antropi SV3 ^j) induzierbar 40 63 (8) 9.0 22 n.d. n.d. As Pseudomonas aeruginosa ^k) induzierbar 200 monomer 7.0 55 n.d. n.d. Al Pseudomonas chlororaphis B23 ^l) induzierbar 105 54 (2) 7.0 50 n.d. no metal Al, Ar, Cy, As Rhodococcus rhodochrous J1 ^m) induzierbar 110 55 (2) 7.9 55 n.d. n.d. Al, Ar, Cy, As Rhodococcus rhodochrous M8 ⁿ⁾ konstitutiv 150 42 (4) 7.0 55 n.d. n.d. Al Rhodococcus erythropolis MP50 ^o) induzierbar 480 61 (8) 7.5 55 n.d. n.d. Al, Ar, Cy Rhodococcus sp. ^p) konstitutiv 360 44,5 (8) 8.5 40 4.0 Fe Al Rhodococcus sp. NHB-2 ^q) induzierbar n.d. n.d. 8.0 55 n.d. n.d. Al Rhodococcus sp. ^r) induzierbar 118 48,5 (2) 7.5 30 n.d. n.d. Arylpropionamid Stenotrophomonas maltophila ^s) induzierbar 38 monomer 6.0 40 5.8 n.d. As, Peptide Sulfolobus solfataricus ^t) induzierbar 56 monomer 7.5 95 5.94 n.d. Al, Ar, Cy Al = Aliphatische Amide, Ar = Aromatische Amide, Cy = Cyclische Amide, As = Aminosäureamide, n.d. = nicht bestimmt
a) Trott et al.; Mikrobiology 147, 1815-1824, 2001 ; b) Cheong et al., Enzyme Microb. Technol. 26, 152-158, 2000 ; c) Mayaux et al., J. Bacteriol. 172, 6764-6773, 1990 ; d) Yamamoto et al., Appl. & Environ. Microbiol. 1, 152-155, 1996; e) Joeres et al., Appl. Microbiol. Biotechnol. 40, 606-610, 1994, f) Skouloubris, et al., Mol. Microbiol. 25, 989-998, 1997 ; g) Nawaz et al., J. Bacteriol. 178, 2397-2401, 1996 ; h) Hermes et al., Appl. & Environ. Microbiol. 1, 153-159, 1994; i) Boshoff et al., J. Bacteriol. 180, 5809-5814, 1998; j) Komeda et al., Eur. J. Biochem. 267, 2028-2035, 2000 ; k) Nawaz et al., Appl. Biochem. & Biotechnol. 28/29, 865-875, 1991; l) Ciskanik et al., Appl. Environ. Microbiol. 61, 998-1003, 1995, m) Kobayashi et al., Eur. J. Biochem., 217, 327-336, 1993 ; n) Kotlova et al., Biochemistry (Mosc), 64, 384-389, 1999 ; o) Hirrlinger et al., J. Bacteriol. 178, 3501-3507, 1996 ; p) Nawaz et al., Appl. Envirion. Microbiol. 60, 3343-3348, 1994; q) Bhalla et al., Science letters, 11-12, 139-142, 1997 ; r) Mayaux et al., J. Bacteriol., 173, 6694-6704, 1991 ; s) Neumann et al., Appl. Microbiol. & Biotechnol. 58, 773-780, 2002; t) d'Abusco et al., Extremophiles, 5, 183-192, 2001

Ein großer Vorteil der neuen Amidasen ist deren breites Substratspektrum. So lassen sich mit den Enzymen sowohl aliphatische, aromatische, cyclische, heterocyclische und Aminosäureamide hydrolysieren. Wobei insbesondere aliphatische Amide mit ein bis zehn Kohlenstoffatomen, aromatische Amide mit 5 bis 12 Kohlenstoffatomen, heterocyclische Amine mit 4 bis 10 Kohlenstoffatomen und mit ein bis vier Heteroatomen, z. B. ausgewählt aus der Gruppe N, S, O, P oder L-Aminosäureamide umgesetzt werden können.

Die beschriebenen Amidasen zeichnen sich neben dem breiten Substratspektrum auch durch eine hohe Enantioselektivität aus. Insbesondere die Herstellung von S-Enantiomeren, wie z. B. von (hetero-)cyclischen Säuren und insbesondere aromatischen, aliphatischen oder aromatisch-aliphatischen Säuren, ist bevorzugt.

Fig. 1 zeigt die Ergebnisse einer SDS-PAGE Elektrophorese mit unterschiedlichen Enzymproben, die während der Aufreinigung entnommen wurden (Bahnen 2 bis 5). Die Bahnen 6 und 7 zeigen ein Zymogram des Rohextraktes und der aufgereinigten Probe. Bahn 1 ist ein Molekulargewichtsstandard.
Fig. 2 zeigt das Ergebnis der Molekulargewichtsbestimmung der nativen Amidase mittels Gelfiltration. Fig. 3 zeigt die Spezifische Aktivität einer erfindungsgemäßen, gereinigten Amidase in Abhängigkeit von der Reaktionstemperatur, Fig.4 in Abhängigkeit vom pH-Wert. Fig. 5 zeigt die Stabilität der gereinigten Amidase bei unterschiedlichen Temperaturen. In Fig. 6 ist die Acetyltransferase-Aktivität bezogen auf beispielhafte Substrate wiedergegeben. In Fig. 7 ist die enantioselektive enzymatische Umsetzung mit 2-Phenylpropionamid als Substrat gezeigt.

Im folgenden werden einige Ausführungsbeispiele gegeben, die allerdings nicht einschränkend zu verstehen sind.

Der verwendete Pseudonocardia thermophila Stamm wurde von der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Germany) bezogen. Die Zellen wurden, sofern nichts anderweitig erwähnt ist, wie in Yamaki, T.; et al.; J. Ferment. Bioeng., 83, 474-477, 1997 beschrieben, kultiviert. Das Medium (pH 7.2) enthält pro Liter: 5g Hefeextrakt, 4g lösliche Stärke, 0,3g KH₂PO₄, 0,6g Na₂HPO_4, 0,1g M₉SO₄ • 7H₂O, 5g NaCl. Die Zellen wurden nach 3 Tagen Kultivierung in einem Schüttelkolben bei 50 °C, 150 rpm geerntet. Die Ausbeute betrug 10g Zellen (Nassgewicht) pro Liter Medium.

Die Aufreinigung der Amidase erfolgte bei Raumtemperatur. 7g Zellmaterial (Nassgewicht) wurden dazu 2 mal mit 60 mM K-Na Phosphatpuffer (Standardpuffer), pH 7.2 gewaschen, in 50 ml des Puffers resuspendiert und mittels Ultraschall aufgeschlossen. Nach 20-minütiger Zentrifugation bei 13000rpm, wurde eine 1 M KCl-Lösung zu dem zellfreien Extrakt gegeben. Der Überstand (50ml) wurde auf eine hydrophobe Phenyl-Sepharose Fast Flow Säule (Pharmacia, Sweden) gegeben, die mit einem 1 M KCl Standardpuffer equilibriert war. Das Protein wurde dann mit einem linearen reversen Gradienten einer 1 M KCI bis 0 M KCl -Lösung eluiert. Die Amidase enthaltenden Fraktionen wurden vereinigt und gegen 2 L Standardpuffer (pH 8,0) dialysiert. Anschließend wurde die erhaltene Proteinfraktion auf das 12-fache konzentriert und durch eine 10 kDa cut-off Membran (Amicon) ultrafiltriert. Die Probe wurde dann über eine lonenaustausch-Chromatographie weiter gereinigt. Dazu wurde eine UNO-Q12 Säule (BioRad) verwendet, wobei das gereinigte Protein mit Hilfe eines linearen NaCl-Gradienten (0 bis 0,5 M NaCl in Standardpuffer pH 8,0) gereinigt wurde. Die enzymatisch aktiven Fraktionen wurden vereinigt, 2-fach konzentriert und über eine preparative HiLoad 26/60 Superdex 200 Säule (Pharmacia, Sweden), mit Standardpuffer, pH 7,2, enthaltend 150 mM NaCl, fraktioniert. Die Proteinfraktion mit Amidaseaktivität wurden gesammelt und über eine Sephadex PD-10 Säule (Pharmacia, Sweden) entsalzt. Die Proteinkonzentration wurde mit Rinderserumalbumin als Standard, wie in Bradford, M.M.; Anal. Biochem. 71, 248-254, 1976 beschrieben, bestimmt.

Das Ergebnis der Reinigung ist in Figur 1 und Tabelle 1 dargestellt.

Der Reinigungserfolg wurde dabei mit einer sodium dodecyl slphatepolyacrylamide (SDS-PAGE) Gelelktrophorese überprüft. Dazu wurde ein vorgefertigtes Gel (Novex, Invitrogen, Niederlande) mit einem Tris-Glycin Gradienten von 4-20% verwendet. Als Standardproteine wurden Phosphorilase b (94kDa), Bovine Albumin (67kDa), Chicken Ovalbumin (43kDa), Carbonic Anhydrase (30kDa), Soybean Trypsin Inhibitor (20.1kDa) und Bovine α-Lactalbumin (14.4kDa) (Pharmacia, Schweden) verwendet. Die Proteinbanden wurden mit Coomassie Blue R-250 angefärbt.

Um die Amidaseaktivität auf dem Gel zu verifizieren wurde das SDS-Gel in 2,5% Triton X-100 60 Minuten gewaschen und anschließend 30 Minuten bei 60 °C in K-Na-Phosphat Puffer (pH 7,0) enthaltend 70 mM Propionamid und 0,7 M Hydroxylaminhydrochlorid, wobei der pH-Wert mit 10 M NaOH auf 7,0 eingestellt wurde, inkubiert. Das Gel wurde danach in Wasser für 2-3 sec. gewaschen und mit einer sauren Eisenchlorid-Lösung (0.1 M FeCl₃ in 0.5 M HCl) bedeckt.

Das aufgetragene Eisen reagiert mit der enzymatisch entstehenden Hydroxamsäure unter Bildung einer rot-braunen Bande. Die Intensität der Färbung entspricht der enzymatischen Aktivität der Amidase. Der eben beschriebene Aktivitätstest wird im folgenden in der Beschreibung auch als Zymogram bezeichnet.

Fig. 1 zeigt die Ergebnisse einer SDS-PAGE Elektrophorese mit unterschiedlichen Proben (jeweils 5 µg Protein), aus den während der Reinigung erhaltenen Fraktionen. Die Proteine wurden mit Coomassie Blue angefärbt. Die Bahn 1 zeigt die Standardproteine, Bahn 2 den Rohextrakt, Bahn 3 eine Probe nach Reinigung an der Phenyl-Sepharose Säule, Bahn 4 eine Probe nach Ionenaustausch-Chromatographie an einer UNO Q12 Säule, Bahn 5 eine Probe nach Reinigung an einer Superdex 200 Säule. Die Bahnen 6 und 7 zeigen das Zymogram des Rohextraktes und der aufgereinigten Probe. Reinigungsschritt Protein in mg (gesamt) Gesamtaktivität (U)^a Spezifische Aktivität (U) Ausbeute (U x mg^-1) Reinigungsgrad Rohextrakt ^b 85 34.7 0.4 100 1-fach Phenyl-Sepharose 4.4 25.2 5.7 72.6 14-fach UNO Q12 2.0 16.8 8.5 48.3 21-fach Superdex 200 0.46 9.1 19.5 26.2 48-fach ^a) Ein U der Amidase katalysiert die Bildung von 1 µmol Benzoesäure pro Minute und pro mg Protein unter Standardbedingungen.
^b) Nach Kultivierung bei 50°C, Zentrifugation der 1-Liter-Kultur (7g Zellmaterial (Nassgewicht)), zweimaliges Waschen mit Standardpuffer (pH 7,2) und Ultraschallaufschluss.

Mit dem beschriebenen Reinigungsverfahren wurde die enzymatisch aktive Amidase mit einer Ausbeute von 26,2 % erhalten. Die Spezifische Aktivität betrug 19,5 U/mg Protein bezogen auf Benzamid als Substrat. Die Amidaseaktivität wurde durch eine HPLC-Analyse der Produkte des enzymatisch umgesetzten Benzamids bestätigt.

Das Molekulargewicht der Amidase wurde mittels Gelfiltration an einer Superdex 200 Säule (Amersham) unter Verwendung eines 60 mM K-Na-Phosphatpuffers (pH 7,2), enthaltend 150 mM NaCl, bestimmt. Die Säule wurde mit Blue Dextran (2000 kDa), Sweet Potato β-Amylase (200 kDa), Yeast Alcohol Dehydrogenase (150 kDa), Bovine Serum Albumin (66 kaDa), Carbonic Anhydrase (29 kDa) und Cytochrome c (12,4 kDa) (Sigma Aldrich, Deutschland) kalibriert.

Das Molekulargewicht des nativen Proteins wurde so auf ca. 110 kDa bestimmt (siehe dazu Fig. 2, Bahn 2). Zur Überprüfung der enzymatischen Aktivität des gereinigten Proteins wurde ein Zymogram (Bahn 3) erstellt. Bahn 1 enthält den Molekulargewichtsstandard.

Demgegenüber wurde das Molekulargewicht des Enzyms mittels SDS-PAGE Elektrophorese auf 50 kDa bestimmt (siehe dazu Fig. 1). Die enzymatische Aktivität wurde anhand des Zymograms (Bahn 6, Rohextrakt und Bahn 7, gereinigtes Enzym) überprüft.

Aus den Ergebnissen kann geschlossen werden, dass die gereinigte Amidase bevorzugt als Dimer aus zwei identischen ca. 50 kDa großen Untereinheiten vorliegt.

Weiterhin wurde die gereinigte Amidase einer Endoproteinase Asp-N-Spaltung unterworfen. Im Anschluss kann aus dem ca. 110 kDa Protein ein Peptid mit der Masse 1482u isoliert werden, das mittels Edman-Abbau sequenziert wurde. Erhalten wurde die SEQ ID No.2.

Der isoelektrische Punkt wurde mittels isoelektrischer Fokussierung mit einem Novex Polyacrylamidgel (pH3-10) und unter Verwendung einer Novex Elektrophoresekammer anhand den Angaben des Herstellers (Novex, Invitrogen, Niederlande) bestimmt. Der isoelektrische Punkt der gereinigten Amidase wurde so mit pH 4,2 ermittelt.

Die gereinigte Amidase wurde vom SDS-PAGE Gel durch Elektroblotting auf eine PVDF blotting Membran überführt. Die Aminosäuresequenz des N-terminalen Endes des so erhaltenen Enzyms wurde mittels Edman-Abbau bestimmt. Erhalten wurde die SEQ ID No. 1.

Ein Sequenzvergleich mit anderen N-terminalen Enden bekannter Amidasen ergab keine signifikanten Homologien.

Weiterhin wurde die gereinigte trimere Amidase einer Endoproteinase Asp-N Spaltung unterworfen. Im Anschluss kann aus dem ca. 150 kDa Protein ein Peptid mit der Masse 1482u isoliert werden, dass mittels Edman-Abbau sequenziert wurde. Erhalten wurde die SEQ ID No. 2.

Zur Durchführung des Hydrolyse-Assays wurde, sofern nicht anders erwähnt, eine 5 mM Benzamid-Lösung in 500 µl eines 60 mM K-Na-Phosphatpuffers, pH 7,2, verwendet. Die enzymatische Umsetzung erfolgte eine Stunde bei 70 °C unter Zugabe von 5 µg des Enzyms. Die Reaktion wurde durch Kühlung des Reaktionsansatzes auf Eis gestoppt. Die Konzentration der enzymatisch erhaltenen Produkte (Benzoesäure und Ammoniak) wurde mittels HPLC und spektrometrisch unter Verwendung des Ammoniak Kits Spectroquant 114752 (Merck, Deutschland) bestimmt.
Eine Unit (U) an Amidaseaktivität wird definiert als die Enzymmenge, die die Bildung von 1 µmol Benzoesäure pro Minute katalysiert.

Die Hydroxamsäure Bildung wird durch 10-minütige Inkubation der Amidase bei 70 °C in einer Mischung aus 20 mM K-Na-Phosphat Puffer, pH 7,2, 100 µl einer 50-100 mM Amid- und 0,7 M Hydroxylaminlösung (eingestellt auf pH 7,0 unter Zugabe von 10 M NaOH) bestimmt. Die Hydroxylaminlösung wurde dazu frisch präpariert. Nach 10-minütiger Inkubation bei 50 °C - 70 °C wurden die Reaktionsbehälter auf Eis gestellt und 1 ml einer sauren Eisenchloridlösung (0.1 M FeCl₃ in 50 ml einer 0.5 M HCl-Lösung) zugegeben. Die erhaltene Menge an Hydroxamat wurde spektrometrisch bei einer Wellenlänge von 500 nm bestimmt.

Die Temperaturabhängigkeit der Amidaseaktivität wurde unter Standardbedingungen bei pH 7.2 bestimmt. Dabei wurden die Reaktionstemperaturen zwischen 30 °C und 90 °C variiert.

Die Ergebnisse sind in Fig. 3 graphisch dargestellt, es wurde ein Temperaturoptimum bei ca. 70 °C ermittelt.

Weiterhin wurde die Temperaturstabilität der Enzyme zwischen 50 °C und 80 °C über einen längeren Zeitraum überprüft. Die isolierte Amidase zeigt eine ausgezeichnete thermische Stabilität bei 60 °C (obere Kurve, Fig. 5) und immer noch eine gute Stabilität bei 70 °C (mittlere Kurve, Fig. 5). Bei einer Reaktionstemperatur von 80 °C lässt die enzymatische Aktivität bei pH 7,2 allerdings schnell nach (untere Kurve, Fig. 5).

Das pH-Wert Optimum wurde anhand der Hydrolyse von Benzamid (5 mM) bei 70 °C in einem 50 mM Puffer aus Natriumacetat (für pH 2-5) oder Natriumphosphat (für pH 5-13), wobei der pH-Wert unter Verwendung von 10 M NaOH sukzessive bis auf pH 13 eingestellt wurde, durchgeführt.

Die Ergebnisse sind in Fig. 4 graphisch dargestellt, es wurde ein pH-Wert Optimum bei ca. 7 ermittelt.

Zur Untersuchung des Einflusses bestimmter Reagenzien und Ionen auf die Amidaseaktivität wurde eine Lösung enthaltend 5 µg der Amidase und das Reagenz oder Ion 1 h bei 22 °C in 50 mM Phosphat-Puffer vorinkubiert. Anschließend wurde eine 5 mM Lösung Benzamid in 50 mM Phosphat-Puffer zugegeben bis die Endkonzentration des Reagenz im Reaktionsansatz 1 mM betrug. Die Reaktion erfolgte 1 h bei 70 °C. Die katalytische Aktivität wurde wie oben beschrieben bestimmt.

Die Ergebnisse sind in Tabelle 2 zusammengefasst: Reagenz, 1mM Amidaseaktivität in % Cu²⁺ 26 Ni²⁺ 42 Zn²⁺ 93 Mg²⁺ 90 Ca²⁺ 85 Mn²⁺ 98 Fe²⁺ 80 Fe³⁺ 96 Ba²⁺ 87 Co²⁺ 0 EDTA 100 lodacetamid 90 Iodacetat 22 SDS 100 Triton X-100 100 DTT 120

Die Substratspezifität der Amidase wurde bei drei unterschiedlichen Temperaturen unter Berücksichtigung des jeweils verwendeten Substrates getestet. Zur Hydrolyse von Aminosäureamiden wurde die Reaktionsmischung 3 h bei 30 °C umgesetzt, im Falle der aliphatischen und cyclischen Amide eine 1 h bei 50 °C und bei aromatischen Amidsubstraten 1 h bei 70 °C. Die enzymatische Aktivität wurde dann, wie oben beschrieben, bestimmt. Als Kontrolle wurde jeder Ansatz ohne Enzym verwendet.

Die getesteten Substrate und die dazugehörige Amidaseaktivität sind in Tabelle 3 wiedergegeben: Substrat Spezifische Aktivität (µmol min^-1 mg^-1) Aliphatische Amide Formamid 9.2 Harnstoff 17.5 Acetamid 15.7 N-methylharnstoff -- Acrylamid 26.8 DL-Lactamid 18.9 Malonamid 7.4 Propionamid 25.4 Fumaranamid -- Isobutyramid 13.5 Methacrylamid 23.5 Succinamid 4.0 Pivalinamid 14.9 Adipamid 12.0 Hexanamid 9.3 Cyclohexanamid 10.1 Aromatische Amide Sulfanylamid -- 2-Aminobenzamid 3.4 4-Aminobenzamid 6.5 Benzamid 19.4 o-Hydroxybenzamid 7.4 p-Hydroxybenzamid 12.1 N-Phenylharnstoff -- Acetanilid -- Benzylcarbamat -- o-To4ylamid -- m-Tolylamid 12.7 p-Tolylamid 13.1 2-Phenylpropionamid 15.8 3-Indolylacetamid 7.56 Heterocyclen Pyrazinamid 11.2 Nicotinamid 11.6 Isonicotinamid 7.1 Aminosäureamide L-Alaninamid 10.5 L-Methioninamid 14.4 L-Prolinamid 13.0 L-Valinamid 13.0 L-Leucinamid 10.8 L-Tryptophanamid 10.3 2-Hydroxy-4-(Methylthio)-buttersäureamid 5.7 L-tert.-Leucinamid 0.08

Dazu wurden 10 µg der gereinigten Amidase mit einer 5 mM racemischen 2-Phenylpropionamid Lösung 3 h bei 70 °C inkubiert, wobei das Endvolumen des Reaktionsansatzes 500 µl betrug. In 30-minütigen Abständen wurden dem Reaktionsansatz Proben entnommen und durch eine HPLC-Messung analysiert. Die Produktbestimmung und die Quantifizierung der R- und S- Stereoisomere des 2-phenylpropionamids wurden durch Injektion definierter Mengen der entsprechenden Reinsubstanzen als Standard ermittelt. Der Enantiomerenüberschuss (ee) wurde anhand des Peakflächenverhältnisses erhalten durch die chirale HPLC-Messung errechnet (ee^p = (S-R)/S+R); ee^p(%)= (S-R)/S+R) x 100; mit p = Produkt).

Für die HPLC Messungen wurde eine chirale Chirobiotic T Säule (Astec, Whippany, USA) benutzt. Als Solvent wurde Ethanol und 20 mM Kaliumphosphat-Puffer, pH 7,2 mit einem Volumenverhältnis von 20:80 eingesetzt. Die Eluation erfolgte bei Raumtemperatur mit einer Flussgeschwindigkeit von 0,8 ml min^-1. Die Detektion erfolgte bei einer Wellenlänge von 210 nm. Die Ammoniak-Konzentration wurde mit der Phenol-hypochlorid Methode unter Verwendung des Ammoniak Kits Spectroquant 114752 (Merck, Deutschland) untersucht, wobei die freigesetzte Ammoniakmenge spektrometrisch unter Verwendung von Ammoniumchlorid als Standard bestimmt wurde.

Die Ergebnisse der Messungen sind in Fig. 7 graphisch dargestellt (S -Enantiomer obere Kurve; R -Enantiomer untere Kurve). Die gereinigte Amidase ist im Hinblick auf 2-Phenylpropionamid als Substrat hoch S-selektiv. Nach 60 Minuten war der Wert für den Enantiomerenüberschuss ee^p größer 95, bei einem Umsatz von 50%.

• <110> Degussa AG
• <120> Thermisch stabile Amidasen
• <130> 202dg07.de
• <140>
  <141>
• <150> DE 103 12 842
  <151> 2003-03-21
• <160> 4
• <170> PatentIn Ver. 2.1
• <210> 1
  <211> 9
  <212> PRT
  <213> Pseudonocardia thermophila
• <400> 1
• <210> 2
  <211> 14
  <212> PRT
  <213> Pseudonocardia thermophila
• <400> 2
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  <211> 509
  <212> PRT
  <213> Pseudonocardia thermophila
• <400> 3
• <210> 4
  <211> 1527
  <212> DNA
  <213> Pseudonocardia thermophila
• <400> 4