Verfahren zur Inaktivierung von Pathogenen in Spenderblut, Blutplasma oder Erythrozytenkonzentraten in flexiblen Behältnissen unter Bewegung

Beschreibung

[0001] Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Inaktivierung von Pathogenen wie Bakterien und Viren in Spenderblut (Blut), Blutplasma (Plasma) und/oder Erythrozytenkonzentraten (EKs) durch photodynamische Behandlung und/oder Bestrahlung mit ultraviolettem Licht.

[0002] Es ist bekannt, dass die therapeutische Anwendung von Blut und Blutzubereitungen das Risiko birgt, dass die Empfänger mit Viren und Bakterien infiziert werden. Genannt seien z. B. die Viren Hepatitis-B (HBV) und Hepatitis-C (HCV) sowie die Aids-Erreger HIV-1 und HIV-2. Das Risiko besteht immer dann, wenn bei der Herstellung entsprechender Präparate kein Schritt zur Inaktivierung bzw. Eliminierung von Pathogenen Anwendung findet.

[0003] Es gab bzw. gibt eine Vielzahl von Bemühungen, Blutzubereitungen mittels photodynamischer Methoden zu dekontaminieren. Das Prinzip beruht darauf, das betreffende Produkt in Gegenwart einer photoaktiven Substanz (einem Photosensitizer) zu belichten. Das eingestrahlte Licht muss einen Wellenlängenbereich beinhalten, der vom Photosensitizer absorbiert und von dem er aktiviert werden kann. Die absorbierte Energie wird entweder direkt auf die betreffende Zielstruktur (z.B. die Nukleinsäure oder Oberflächenproteine eines Virus) transferiert, die dadurch zerstört wird, oder aber auf gelöste Sauerstoffmoleküle, die dadurch aktiviert werden. Es entsteht Singlet-Sauerstoff, der eine ausgeprägte viruzide und bakterizide Aktivität hat.

[0004] Idealerweise besitzt der verwendete Photosensitizer eine hohe Affinität für essenzielle Bestandteile von Viren und andere Pathogene, z.B. für deren Nuldeinsäuren und nur eine geringe oder gar keine für die Bestandteile des Präparats, das dekontaminiert werden soll. Als Resultat der photodynamischen Behandlung werden in diesem Fall die Pathogene inaktiviert, während die Produktaktivität erhalten bleibt. Als ein geeigneter Photosensitizer für die Behandlung von Plasma ist z.B. der Phenothiazinfarbstoff Methylenblau beschrieben; für die Dekontamination von Thrombozytenkonzentraten wird Riboflavin (Vitamin B2) verwendet und zur Dekontamination von EKs sind Phthalocyanine erprobt. Allerdings kamen Verfahren zur photodynamischen Pathogeninaktivierung in EKs bisher nicht über den Labormaßstab hinaus.

[0005] Dies gilt noch mehr für Blut selbst. Ein Hauptgrund hierfür dürfte darin zu suchen sein, dass das eingestrahlte Licht eine bestimmte Intensität haben muss, um den verwendeten Photosensitizer aktivieren zu können und dass Blut und EKs nur eine sehr geringe Durchlässigkeit für Licht jeder Wellenlänge besitzen. Das Problem ist natürlich auch bei Plasma gegeben, wenn auch nicht im gleichen Ausmaß.

[0006] Es ist auch bekannt, dass man durch die bloße Bestrahlung mit kurzwelligem ultravioletten (UV-) Licht, d.h. im Wellenbereich zwischen ca. 200 und 320 nm, insbesondere 200 bis kleiner 300 nm (UVB- und UVC) ebenfalls Pathogene inaktivieren kann. Oberhalb von 320 nm ist die Energie der Strahlung zu gering, um Mikroorganismen und Viren zu inaktivieren. Gegenüber chemischen, photochemischen und photodynamischen Methoden zur Pathogeninaktivicrung besitzt die bloße Bestrahlung mit UV-Licht grundsätzlich den Vorteil, für sich allein wirksam zu sein und nicht des Zusatzes reaktiver Chemikalien oder photoaktiver Substanzen zu bedürfen.

[0007] Am effektivsten zur direkten Pathogeninaktivierung ist UVC. Es besitzt allerdings den Nachteil, dass es proteinhaltige Lösungen wie Plasma bzw. trübe Suspensionen (z.B. Blut und EKs) nur bis zu einer sehr geringen Eindringtiefe durchdringt. UVC wurde während des zweiten Weltkrieges und noch kurz danach eingesetzt, um Plasma und Albuminlösungen zu sterilisieren, vor allem um Hepatitis-Viren zu inaktivieren. Man ging damals so vor, dass die Lösung in einer Durchflussapparatur als dünner Film an einer UVC-Lichtquelle vorbei geleitet wurde. Die Methode erwies sich als nicht genügend sicher und wurde aufgegeben (Kallenbach NR, Cornelius PA, Negus D, et al. Inactivation of viruses by ultraviolet light. Curr. Stud. Hematol. Blood Transfus. 1989, 56, 70-82).

[0008] In heutiger Zeit werden weiterentwickelte nach dem gleichen Prinzip arbeitende Verfahren eingesetzt, um therapeutische Plasmaprotein-Präparationen zu sterilisieren. In allen Fällen ging bzw. geht es darum, größere Volumina zu behandeln; d.h. Plasma-Pools bzw. Proteinlösungen von bis zu einigen hundert Litern und sogar mehr (Hart H, Reid K, Hart W. Inactivation of viruses during ultraviolet light treatment of human intravenous immunoglobulin and albumin. Vox Sang 1993; 64(2):82-88. und Chin S, Williams B, Gottlieb P, et al. Virucidal short wavelength ultraviolet light treatment of plasma and factor VIII concentrate: protection of proteins by antioxidants; Blood 1995:86(11):4331-4336).

[0009] Zur Sterilisierung einer Vielzahl einzelner Einheiten von Blutspenden, Plasma oder von EKs, mit Volumina von allenfalls bis zu einigen Hundert ml - sind die genannten Durchflussapparaturen nicht geeignet. Gerade dies ist aber in der täglichen Praxis einer Blutbank vonnöten.

[0010] UVB ist gleichfalls mikrobiozid und viruzid, wenn auch nicht im gleichen Ausmaß wie UVC. Es penetriert proteinhaltige Lösungen und trübe Suspensionen etwas besser als UVC, allerdings lässt sich seine Eindringtiefe, z.B. in Plasma, auch nur im Bereich weniger Millimeter feststellen.

[0011] Plasma und EKs werden meist aus einzelnen Blutspenden isoliert, oder aber durch maschinelle Apherese von einzelnen Spendern gewonnen. Das Volumen der Präparate liegt im Allgemeinen zwischen ca. 200 und 350 ml. Das Volumen von Blutspenden liegt meist zwischen 450 und 500 ml. Die Präparate werden in flachen Kunststoffbeuteln im Allgemeinen entweder tiefgefroren (Plasma) oder bei ca. 4°C (Blutspenden, EKs) gelagert.

[0012] Wünschenswert wäre es, die genannten Präparate in derartigen Beuteln zu sterilisieren. Allerdings besteht hierbei das erwähnte Problem, dass sie fast undurchlässig für UV-Licht sind, Blut und EKs außerdem für sichtbares Licht.

[0013] Überraschenderweise wurde gefunden, dass obiges Problem durch ein Verfahren gemäß Anspruch 1 gelöst wird. Bevorzugte Ausführungsformen sind Gegenstand der abhängigen Ansprüche oder nachfolgend geschildert.

[0014] Nach der vorliegenden Erfindung werden die Präparate, d.h. Spenderblut (Blut), Blutplasma (Plasma) und/oder Erythrozytenkonzentrate (EKs) in ihren Belichtungsbeuteln in geeigneter Weise bewegt, so dass eine ständige Umwälzung der Proben im Behältnis erfolgt. Die Bewegung erfolgt hierbei so heftig, dass sich innerhalb der Flüssigkeit bzw. Suspension bereichsweise Schichten ausbilden, die so dünn sind, dass sie vom eingesetzten Licht durchdrungen werden können. Die Bewegung muss gleichzeitig so sein, dass die Flüssigkeit bzw. Suspension im Beutel wirksam vermischt wird. Beides wird realisiert wenn folgende Voraussetzungen gegeben sind:

1. Die Belichtungsbeutel sind hochflexibel, und sie werden während der Belichtung nicht fixiert, z.B. nicht zwischen Glas- oder Quarzplatten eingeklemmt. Sie passen sich somit der Gestaltsänderung des Plasmas bzw. der Suspension (Blut, EK) an, die sich ergibt, wenn die Beutel bewegt werden.

2. Die Belichtungsbeutel sind zu maximal 30 % , insbesondere zu maximal 15%, des maximalen Füllvolumens gefüllt.

3. die Beutel werden heftig bewegt, z.B. entweder horizontal (linear in Hin- und Her-Richtung bzw. kreis- oder ellipsenfömig) oder aber vertikal (gewippt).

[0015] Unter heftiger Bewegung ist hierbei (einzeln oder gemeinsam) Folgendes zu verstehen:

1. sie geht über eine bloße Bewegung hinaus, durch die bei Flüssigkeiten bzw. Suspensionen eine Vermischung bewirkt wird.

2. Innerhalb der Flüssigkeiten bzw. Suspensionen, die heftig bewegt werden, bilden sich zumindest zeitweise, auch an verschiedenen Stellen, Bereiche aus, die so dünn sind, dass sie von UV- bzw. sichtbarem Licht (letzteres gilt für trübe bzw. gefärbte Flüssigkeiten bzw. Suspensionen, z.B. EKs) durchdrungen werden können.

3. Die Umkehrung der Bewegungsrichtung ist bei heftiger Bewegung so abrupt, dass der größere Teil des Präparats, das sich im Belichtungsbeutel befindet, sich infolge seiner Trägheit weiter in die ursprüngliche Richtung bewegt und somit der zurückbleibende Rest eine dünne Schicht ausbilden kann, die für das eingesetzte Licht durchdringbar ist.

[0016] In Verbindung mit der ständigen Durchmischung, die gleichzeitig stattfindet, wird letztendlich das gesamte Präparat (und die darin enthaltenen Pathogene) belichtet, und es wird somit sterilisiert.

[0017] Der Belichtungsbeutel ist im liegenden gefüllten Zustand nur einige mm dick, z.B. kleiner 10 mm, vorzugsweise kleiner als 5 mm und ist bestimmt, Probenvolumina von z.B. 200 bis 500 ml aufnehmen. Das maximale Fassungsvermögen (Volumen) des Belichtungsbeutels ist aber um mindestens Faktor 3, i.d.R. um mindestens 6,66 mal größer vorzugsweise mindestens 10 oder sogar mindestens 20 mal größer als das tatsächliche in ihm enthaltene zu behandelnde Probenvolumen.

[0018] Nach einer Ausgestaltung der Erfindung erfolgt die Bewegung, insbesondere die Amplitude der Bewegung so, dass sich innerhalb der Präparate Bereiche ausbilden, in der die Schichtdicke regelmäßig zeitweise geringer als 0,05 mm ist.

[0019] Die Belichtungsbeutel haben insbesondere ein Volumen von bis zu 5000 ml.

[0020] Die Belichtungsbeutel werden z.B. durch Schütteln, Wippen und/oder durch Rotation bewegt. Die Belichtungsbeutel werden bevorzugt während zumindest dreiviertel, insbesondere zumindest fünf/sechstel der gesamten Belichtungsdauer bewegt. Das Bewegen bzw. das Schütteln kann durch einen Orbitalschüttler, Plattformschüttler, Wippschüttler oder Taumelschüttler erfolgen.

[0021] Nach einer Ausgestaltung werden die Belichtungsbeutel werden während der Belichtung z.B. ständig mit einer Amplitude von größer 0,2 mm, vorzugsweise größer 1 cm und insbesondere 1 bis 15 cm oder 2 bis 8 cm zumindest in der x-Richtung und ggf. auch in der y-Richtung (y-Richtung rechtwinkelig zur x-Richtung) bewegt. Unabhängig hiervon beträgt die Frequenz der Richtungsänderung der Bewegung größer 0,5 Hz, vorzugsweise 1 bis 10 Hz.

[0022] Nach einer weiteren Ausgestaltung der Erfindung stammen die Präparate aus einer Einheit von einem bis 6 Spendern, vorzugsweise einem Spender.

[0023] Im Falle einer photodynamischen Behandlung in Gegenwart einer photoaktiven Substanz erfolgt die Bestrahlung vorzugsweise mit Wellenlängen im Absorptionsbereich (+/- 20 nm) des bzw. der eingesetzten Photosensitizer(s).

Experimentelle Untersuchungen

[0024] Die beschriebenen Versuche illustrieren die Wirksamkeit des Verfahrens und sind nicht auf die Inaktivierung der genannten Viren beschränkt. Es besteht auch keine Einschränkung auf die bei den beschriebenen Versuchen eingesetzten Plasmen bzw. EKs, die aus Blutspenden stammten; das erfindungsgemäße Verfahren ist auch bei Präparaten anwendbar, die auf andere Weise hergestellt werden. Alle beschriebenen Versuche wurden drei bis sechs Mal durchgeführt. Die angegebenen Ergebnisse stellen jeweils die Mittelwerte aus diesen Versuchen dar.

Plasma-Einheiten und Erythrozytenkonzentrate

[0025] Die eingesetzten Plasma-Einheiten und die EKs wurden aus einzelnen Blutspenden mittels üblicher Verfahren hergestellt. Sie hatten ein Volumen von ca. 250 bis 300 bzw. bis zu 350 ml und wurden in üblichen Kunststoffbeuteln für Blutpräparate aufbewahrt. Restliche Leukozyten bzw. Thrombozyten wurden durch Filtration entfernt. Die EKs waren im Stabilisatormedium SAG-M suspendiert. Die Plasmen wurden bei Temperaturen unter -30°C gelagert und für die Versuche im Wasserbad aufgetaut. Die EKs wurden bei 4 bis 8°C im Kühlraum gelagert.

Virologische Untersuchungen

[0026] Plasma- bzw. EK-Aliquots wurden mit Vesicular Stomatitisvirus (VSV, Stamm Indiana, ATCC VR 158) bzw. Sinbis-Virus (ATCC VR-68) bzw. Suid Herpesvirus (SHV-1, Pseudorabiesvirus, Stamm Aujeszky, ATCC VR-135) gespikt. Virustiter wurden mittels CPE-Assay (CPE = cytopathischer Effekt) bestimmt. Sie werden als TCID₅₀ (TCID = Tissue culture infective dose) angegeben. Als Indikatorzellen dienten Vero-Zellen. Die initiale Viruskonzentration bei den durchgeführten Versuchen betrug ca. 10⁵ bis 10⁷ TCID₅₀.

Belichtungsanlagen, Belichtungsbeutel

[0027] Eine der verwendeten Belichtungsanlagen war mit Röhren ausgestattet, die UVC-Licht (Wellenlänge: 254 nm) emittierten. Die Bestrahlung erfolgte von beiden Seiten der aufgelegten Belichtungsbeutel, d.h. von oben und von unten. Eine zweite Belichtungsanlage war mit Röhren ausgestattet, die UVB-Licht (280-320 nm) emittierten. Die Bestrahlung erfolgte ebenfalls von beiden Seiten. Eine dritte Belichtungsanlage war mit LEDs (Licht emittierende Dioden) ausgestattet, die intensives rotes Licht im Wellenlängenbereich um 635 nm emittierten. Alle drei Anlagen wurden im Betrieb auf einem Orbitalschüttler platziert (Hersteller Firma Bühler, Tübingen; Typ SM 25) der bis zu 100 Umdrehungen pro Minute durchführte. Die verwendeten Belichtungsbeutel bestanden aus dünner UVdurchlässiger und hochflexibler Kunststofffolie.

Versuchsbeispiel 1

Inaktivierung von VSV in Plasma durch UVC: Einfluss der Schüttelgeschwindigkeit und der freien Beweglichkeit des Plasmas während der Bestrahlung

[0028] Plasma-Einheiten in Belichtungsbeuteln wurden mit VSV gespikt und für 2 min mit UVC bestrahlt. Eine Probe wurde mit 100 rpm geschüttelt und war während der Bestrahlung fest zwischen zwei Quarzplatten eingespannt. Die anderen Proben lagen lediglich auf einer Quarzplatte auf, so dass sie sich während des Schüttelns innerhalb des Beutels bewegen konnten. Die Drehzahl des Schüttlers wurde zwischen 30 und 100 rpm variiert. Die Ergebnisse sind in der Tab. 1 zusammengestellt. In der fest eingespannten Probe wurde der Virustiter lediglich um einen Faktor von ca. 0,3 log₁₀ reduziert.

Tabelle 1

Schüttelfrequenz (rpm)	Virustiter (log10TC1D50)	Bemerkung
0	6,21±0,69	Kontrolle
30	5,78±0,27	lose aufgelegt
50	4,59±0,04	lose aufgelegt
75	0,92±0,24	lose aufgelegt
100	0,35±0,52	lose aufgelegt
100	5,92±0,11	eingespannt

[0029] Bei den lose platzierten Proben hatte die Drehzahl einen unmittelbaren Einfluss auf das Ausmaß der Virusinaktivierung: während bei 30 bzw. 50 rpm die Inaktivierungsfaktoren im Vergleich zu den unbehandelten Kontrollproben nur ca. 1,1 bzw. 2,4 log₁₀ betrugen, stiegen sie bei 75 rpm auf ca. 5,1 und bei 100 rpm auf ca. 6,6 log₁₀ an. Die Ergebnisse dieses Versuchs belegen, dass Plasma während der Behandlung intensiv geschüttelt werden muss, damit die Bestrahlung mit UV-Licht wirksam werden kann. Damit sich aber der Schütteleffekt auch auswirkt, müssen die Proben lose platziert sein, damit sich während des Schüttelns dünne Schichten ausbilden, die durchstrahlt werden können.

Versuchsbeispiel 2

Inaktivierung von VSV, Sinbis-Viren und von SHV-1 in Plasma durch die Bestrahlung mit UVC: Inaktivierungskinetiken

[0030] Plasma-Einheiten wurden mit VSV, Sindbis-Viren bzw. SHV-1 gespikt und für 1-5 min bestrahlt. Die auf dem Orbitalschüttler lose platzierten Proben wurden mit 100 rpm bewegt. Kontrollproben wurden für 5 min bestrahlt, aber nicht geschüttelt. Die Ergebnisse der Versuche sind in der Tab. 2 zusammengestellt. In den geschüttelten Proben wurde der Titer von VSV innerhalb von 3 min um einen Faktor von mehr als 6,5 log₁₀ abgereichert, während der Inaktivierungsfaktor in der nicht geschüttelten Kontrollprobe 1,5 log₁₀ nicht überstieg. Sindbis-Viren erwiesen sich als stabiler als VSV; aber der große Unterschied zwischen geschüttelten und ungeschüttelten Proben zeigte sich auch hier: Nach einer Bestrahlungszeit von 5 min hatte sich der Virustiter in der geschüttelten Probe um ca. 5.1 log₁₀ verringert, in der ungeschüttelten dagegen nur um 0,30 log₁₀. Ein ähnliches

Tabelle 2

		Virustiter (log10TCID50)
UVC (min)	Schütteln	VSV	Sinbis	SHV-1
Kontrolle	-	6,74±0,32	7,01±0,24	4,95±0,23
2	+	0,95±0,31	4,68±0,21	2,56±0,25
3	+	≤0,24±0,00	3,27±0,16	1,67±0,37
4	+	≤0,24±0,00	2,10±0,12	0,66±0,29
5	+	≤0,24±0,00	1,86±0,09	0,42±0,21
5	-	5,69±0,18	6,73±0,16	4,65±0,16

[0031] Bild ergab sich, wenn SHV-1 eingesetzt wurde: in den geschüttelten Proben verminderte sich der Virustiter innerhalb von 4 bis 5 min um einen Faktor von 4,3 bis 4,5 log₁₀; in der nicht geschüttelten Probe war er nach 5 min Bestrahlung nur um 0,3 log₁₀ reduziert worden.

Versuchsbeispiel 3

Inaktivierung von VSV in Plasma durch die Bestrahlung mit UVB: Inaktivierungskinetik

[0032] Plasma-Einheiten wurden mit VSV gespikt und für 1 bis 5 min bestrahlt. Die auf dem Orbitalschüttler lose platzierten Proben wurden mit 100 rpm bewegt. Eine Kontrollprobe wurde für 5 min bestrahlt, aber nicht geschüttelt. Wie aus der Tab. 3 hervor geht, wurde in den geschüttelten Proben der Virustiter innerhalb von 5 min um einen Faktor von 6,36 log₁₀ abgereichert, in der nicht geschüttelten Kontrollprobe dagegen nur um ca. 1,5 log₁₀. Die Ergebnisse zeigen, dass das entdeckte Phänomen - die Steigerung der Pathogeninaktivierung in lose platzierten Proben durch intensives Schütteln - nicht auf UVC beschränkt ist.

Tabelle 3

UVB (min)	Schütteln	Virustiter (log10 TCID50)
Kontrolle	-	7,00±016
2	+	4,70±0,08
3	+	3,68±0,12
4	+	2,23±0,23
5	+	0,640±0,08
5	-	5,52±0,08

Versuchsbeispiel 4

Inaktivierung von VSV in Plasma durch photodynamische Behandlung mit Methylenblau und Licht.

[0033] Plasma-Einheiten wurden mit VSV gespikt, mit 0,25 µM/L des Photosensitizers Methylenblau (MB) versetzt und auf dem Orbitalschüttler bei einer Drehzahl von 100 rpm für bis zu 30 min mit rotem LED-Licht bestrahlt. Kontrollproben wurden in Gegenwart der gleichen Konzentration von MB für 20 min belichtet, aber währenddessen nicht bewegt.

[0034] Wie die Tab. 4 zeigt, war das Ausmaß der Virusinaktiverung in den geschüttelten viel größer als in den nicht geschüttelten Proben. In den ersteren hatte sich der Virustiter nach 20 min um einen Faktor von ca. 4,4 log₁₀ vermindert; nach 30 min um ca. 5,8 log₁₀. In den unbewegten Proben war der Reduktionsfaktor nach 20 min dagegen nicht höher als ca. 2,7 log₁₀.

Tabelle 4

MB/Licht (min)	Schütteln	Virustiter (Log10TCID50)
Kontrolle	-	6,72 ±0,24
10	+	4,95±0,68
20	+	2,30±0,88
30	+	0,94±0,87
20	-	4,04±0,54

Versuchsbeispiel 5

Inaktivierung von VSV in EKs durch photodynamische Behandlung mit Methylenblau und Licht.

[0035] EK-Aliquots wurden mit VSV gespikt, mit 5 µM/L des Photosensitizers Methylenblau (MB) versetzt und auf dem Orbitalschüttler bei einer Drehzahl von 100 rpm für bis zu 30 min mit rotem LED-Licht bestrahlt. Kontrollproben wurden dagegen während der Belichtung nicht bewegt. Das eindeutige Ergebnis des Versuchs zeigt die Tab. 5. Es ist offensichtlich, dass die Virusinaktiverung in den geschüttelten bedeutend schneller als in den ungeschüttelten EK-Proben ablief. In den Proben, die während der Behandlung bewegt wurden, war das Virus nach 30 min fast völlig komplett inaktivert worden (Inaktivierungsfaktor 6,7 log₁₀). Der Reduktionsfaktor in den unbewegten Proben betrug nach 30 min dagegen nur ca. 2,7 log₁₀.

[0036] Die Ergebnisse der Versuchsbeispiele 4 und 5 belegen, dass auch die Wirksamkeit der photodynamischen Behandlung von Plasma oder von Erythrozytenkonzentraten enorm gesteigert wird, wenn die Proben während der Belichtung stark geschüttelt werden.

Tabelle 5

MB/Licht (min)	Schütteln	Virustiter (Log10TCID50)
Kontrolle	-	7,04±0,26
10	+	2,62±0,31
20	+	0,89±0,21
30	+	0,30±0,12
10	-	5,07±0,26
20	-	5,25±0,31
30	-	4,35±0,27

Ansprüche

1. Verfahren zur Inaktivierung von Pathogenen in Spenderblut. Btutplasma und/oder Erythrozytenkonzentratcn, umfassend die folgenden Schritte:

• Bereitstellen der Blutspenden bzw. der aus Spenderblut und/oder durch maschinelle Apherese gewonnenen Präparate,

(a) Zufügen einer geeigneten photoaktiven Substanz und photodynamische Behandlung durch Bestrahlen mit Licht umfassend oder ausschließlich bestehend aus Wellenlängen im Absorptionsbereich der photoaktiven Substanz, wobei die photoaktive Substanz ein oder mehrere_Phenothiazin-Farbstoffe sind, eine oder mehrere Phthalocyanin-Verbindungen und/oder eine oder mehrere Phorphyrin-Verbindungen sind,
oder

(b) Aussetzen der Präparate einer Bestrahlung mit ultraviolettem (UV-) Licht bei Wellenlängen von 200 bis 320 nm, wobei die Bestrahlung mit UVB von kleiner 320 nm bis 280 nm und einer Lichtenergie von 0,3 bis 10 J/cm² und/oder UVC von kleiner 280 nm bis 200 nm erfolgt,

• wobei die Präparate aus einer Vielzahl von einzeln handhabbaren und getrennt aufbewahrten Einheiten bestehen und

• die Präparate sich jeweils in flexiblen Licht- (Alternative (a)) bzw. UVdurchlässigen (Alternative (b)) flächigen Betichtungsbeuteln befinden,
dadurch gekennzeichnet, dass

• die Belichtungsbeutel zu weniger als 30 Vol% des maximalen Füllvolumens der Belichtungsbeutel gefüllt sind und

• die Belichtungsbeutel während der photodynamischen Behandlung und/oder der Bestrahlung mit UV-Licht so bewegt werden, dass der Inhalt des Belichtungsbeutels umgewälzt wird und sich durch die Bewegung Zonen wechseinder Schichtdicken ausbilden.

2. Verfahren gemäß Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, dass die Pathogene Viren und / oder Bakterien sind.

3. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass durch die Bewegung die Zonen Bereiche aufweisen, für die sich regelmäßig zeitweise Schichtdicken unter I mm, vorzugsweise unter 0,05 mm ergeben.

4. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Summe der Flächen der Unterseite und der Oberseite der Belichtungsbeutel, die mit dem Beutelinhalt in Kontakt steht bzw, stehen kann, mehr als 90 Flächenprozent, vorzugsweise mehr als 99 Flächenprozent der inneren Gesamtoberfläche des Beutelinhalts ausmacht.

5. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprache, dadurch gekennzeichnet, dass im Falle der Ausführungsform (b) die Bestrahlung UVB und/oder UVC, insbesondere UVC von kleiner 260 nm bis 220 nm, ist oder umfasst und vorzugsweise ausschlicßlich aus Bestrahlung mit Wellenlägen der genannten, Bereiche bestcht.

6. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Bestrahlung mit UVB mit einer Lichtenergie von 0.5 bis 5 J/cm² erfolgt.

7. Verfahren gemäß zumindest einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, dass die Bestrahlung mit UVC mit einer Lichtenergie von 0.01 bis 5 J/cm², insbesondere 0,1 bis 2 J/cm² erfolgt.

8. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhemehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Belichtungsbeutel in der Apparatur, in der sie bewegt und bestrahlt werden, beweglich gehaltert sind und insbesondere nicht zwischen zwei Flächen eingespannt sind.

9. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Präparate Plasma sind und zu mehr als 80 Gew.% aus Blutplasma bestehen.

10. Verfahren gemäß zumindest einem der Ansprüche 1 bis 8, wobei die Präparate EK-Präparate sind und einen Hämatokrit zwischen 10 und 75 Gew.%, vorzugsweise zwischen 20 bis 60 Gew.% aufweisen.

11. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die photoaktive Substanz ein oder mehrere Phenothiazin-Farbstoffe sind, nämlich, Thionin, Methylenblau, Toluidinblau und/oder die Azurfarbstoffe, A, B und/oder C.

12. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Belichtungsbeutel zu maximal 15% des maximalen Füllvolumens gefüllt sind.

13. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass Blutplasma gemäß Schritt (a) und in Abwesenheit eines Photosensitizer(s) behandelt wird.

14. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Belichtungsbeutel einseitig aufgelegt sind, so dass während und durch das Bewegen bzw. Schütteln sich die Höhe der Belichtungsbeutel, bezogen auf die Distanz (Flächennormale) zwischen Fläche, auf der die Belichtungsbeutel aufliegen und Schnittpunkt mit der oberen Fläche des Belichtungsbeutels über die gesamte obere Fläche des Belichtungsbeutels betrachtet, ständig ändert.

15. Verfahren gemäß zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass der Belichtungsbeutel eine mittlere Füllhöhe von weniger als 5 mm aufweist und durch die Bewegung ständig Wellentäler erzeugt werden, die Schichtdicken von kleiner der Hälfte der mittleren Füllhöhe, vorzugsweise Schichtdicken von kleiner 1 mm oder sogar kleiner 0.05 mm, erzeugt werden.